Em continuidade ao programa de amostragens de longo prazo em andamento desde 1992, amostras de água de superfície serão obtidas mensalmente para medidas de Clorofila a, contagem de células e medidas de parâmetros físicos e químicos (temperatura, salinidade e nutrientes inorgânicos dissolvidos: amônia, nitrito+nitrato, fosfato e silicato – Strickland & Parsons, 1973) em três estações fixas, sendo duas localizadas no estuário e uma na zona de arrebentação da praia oceânica adjacente (1. estuário médio, trapiche do Yacht Club de Rio Grande; 2. desembocadura, trapiche da Prainha na 4ª secção da Barra; 3. praia Cassino, em frente a Estação de Aquacultura (EMA; Fig. 1). Nestas mesmas estações, serão também obtidas amostras de rede de plâncton (cônica, 22μm de malha) para a identificação dos organismos. Os organismos serão contados ao microscópio invertido (Sournia 1978) e sua identificação dar-se-á em microscópio ótico de luz transmitida e, quando necessário, com utilização de microscopia eletrônica. As concentrações de clorofila a e de feopigmentos serão determinadas fluorimetricamente (Welschmeyer 1994). Concomitantemente às amostragens bióticas, serão medidas in situ a temperatura e salinidade com termosalinômetro YSI (Mod. 33 SCT) e profundidade do disco de Secchi.

             

 

                  Estação de coleta 1

                   Estação de coleta 2

                  Estação de coleta 3

        Floração de diatomáceas na praia

            Análise em laboratório

               Asterionellopsis glacialis

 

 

Serão ainda realizadas análises de pigmentos do fitoplâncton. Para tal, amostras de água serão filtradas em filtros de fibra de vidro (GF/F 25 mm de diâmetro) e armazenadas em ultrafreezer até análise. A extração dos pigmentos será realizada utilizando-se uma solução padrão de metanol 95% tamponado, e adição de um reagente padrão interno (utilizado para verificar a otimização da extração). Os filtros
são macerados e mantidos em freezer, seguido de um banho frio de ultrassom. Após centrifugação refrigerada, a amostra é filtrada (0,2 μm) e imediatamente inserida no auto-injetor do HPLC. O instrumento é composto por um módulo distribuidor de solventes, um sistema de controle, um detector de fotodiodos e um detector de fluorescência. A separação cromatográfica dos pigmentos é efetuada usando uma coluna C8 monomérica. A fase móvel (solventes) e o seu respectivo gradiente segue o método desenvolvido por Zapata et al. (2000),
discutido e otimizado por Mendes et al. (2007). Os picos referentes aos pigmentos fotossintéticos serão identificados e quantificados com base em padrões comerciais da DHI (Institute for Water and Environment, Denmark). A concentração é calculada a partir do sinal obtido pelo detector de fotodiodos e/ou pelo detector de fluorescência, para o caso dos pigmentos clorofilianos. As comunidades de fitoplâncton são identificadas em seus pigmentos "diagnósticos" utilizando-se o programa estatístico CHEMTAX (versão 1.95), que utiliza um processo interativo de fatorização matricial para otimizar a associação entre os diferentes pigmentos presentes (e razões entre os pigmentos típicos e a clorofila a) e a composição dos grupos taxonômicos (Mackey et al. 1996). É necessário partir de uma matriz de entrada
de razões entre pigmentos, que seja o mais próximo possível da matriz 'esperada', de acordo com as espécies e grupos presentes na amostra. Após otimização da matriz e considerando as concentrações e razões pigmentares, é possível estimar a abundância de cada classe de fitoplâncton presente e a sua contribuição para o total de clorofila a (índice de biomassa).